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蛋白質互作研究方法
發布時間： 2024-02-21 點擊次數： 562次相當多的蛋白質行使功能的時候并不是單打獨斗的，蛋白質們通過蛋白質相互作用形成復合體然后進行工作。因此，研究蛋白質的相互作用成為研究蛋白質功能和作用機制的最為重要的環節之一。
1.酵母雙雜交系統
原理：很多真核生物的位點特異轉錄激活因子通常具有兩個可分割開的結構域，即DNA特異結合域（DNA-binding domain,BD)與轉錄激活域（Transcriptional activationdomain, AD）。這兩個結構域各具功能，互不影響，但一個完整的激活特定基因表達的激活因子必須同時含有這兩個結構域，否則無法完成激活功能。
將兩待測研究蛋白（蛋白X與蛋白Y）分別與BD、AD結構域構建融合質粒。將構建好的兩個質粒轉入同一酵母細胞中表達，如果兩蛋白之間不存在相互作用，則下游基因（報告基因）不會轉錄表達；如果兩個蛋白存在相互作用，則BD與AD兩結構域空間上很接近，從而下游基因（報告基因）得到轉錄。判斷通過報告基因表達與否，即可判斷兩蛋白之間是否存在相互作用。
用酵母雙雜交系統能夠快速、直接分析已知蛋白之間的相互作用，并能尋找、分離與已知蛋白相互作用的配體，在研究抗原和抗體相互作用、發現新的蛋白質和發現蛋白質的新功能、篩選藥物作用位點及藥物對蛋白互作影響、建立基因組蛋白連鎖圖等方面應用廣泛。
2.免疫共沉淀
免疫共沉淀（Co-Immunoprecipitation，Co-IP）是一種以抗體和抗原之間的專一性作用為基礎的用于研究兩個蛋白相互作用的經典方法。
原理：基于抗體與抗原（靶蛋白）之間的特異性結合，此時如果樣品溶液中存在能與靶蛋白相互作用的目的蛋白，會一同被拉下來，隨后利用SDS-PAGE，Western Blot等方法對得到的目標蛋白進行分析，進而證明兩者間的相互作用。
通俗點來說，假設我們需要研究樣品中A蛋白和B蛋白之間是否存在一些相互作用，首先我們通過合適的方法處理樣本，將蛋白提取出來（同時不能破壞蛋白之間的相互作用），然后用預先結合了瓊脂糖珠或者磁珠的A蛋白抗體捕獲樣本中的A蛋白，那么與A蛋白結合的B蛋白也能一起沉淀下來。再將蛋白從珠子上裂解下來，對B蛋白進行檢測，能檢測到，說明B蛋白在之前的沉淀過程中隨著A蛋白一起被拉下來了，進而證明二者之間存在相互關系。
3.免疫熒光共定位
將免疫學方法（抗原抗體特異結合）與熒光標記技術結合起來研究特異蛋白抗原在細胞內分布的方法。一般用來驗證2種或3種蛋白是否存在共定位關系。
由于熒光素所發的熒光可在熒光顯微鏡下檢出，從而可對抗原進行細胞定位。兩種不同的蛋白使用不同屬性的不同屬性的不同顏色熒光標記后，通過觀察顏色的變化確定是否有共定位，也可以使用軟件分析。
該技術的主要特點是：特異性強、敏感性高、速度快。主要缺點是：非特異性染色問題尚未解決，結果判定的客觀性不足，技術程序也還比較復雜。
4.Pull-down實驗
pull-down實驗，又稱拉下實驗，是一種體外親和純化技術。（這個實驗跟免疫共沉淀實驗很像，不同的是免疫共沉淀是在細胞里進行的。）
原理：將一種蛋白質固定于某種基質上（如Sepharose）,但細胞抽提液經過該基質時，可與該固定蛋白相互作用的配體蛋白被吸附，而沒有被吸附的“雜質"則隨洗脫液流出。被吸附的蛋白可以通過改變洗脫液或洗脫條件而回收下來。
為了更有效地利用pull odwn技術，可以將待純化的蛋白以融合蛋白的形式表達，即將“誘餌"蛋白與一種易于純化的配體蛋白相融合。1988年Smith等利用谷胱甘胎-S-轉移酶（GST）融合標簽從細菌中一步純化出GST融合蛋白。
GST Pull-Down實驗：利用DNA重組技術將已知蛋白與GST融合，而融合蛋白通過GST與固化在載體上的GTH（谷胱甘肽）親和結合。簡單來說，我們假定a蛋白和b蛋白可能存在互作，將純化的融合GST的a蛋白和純化的b蛋白以及能特異性結合GST的Sephrose 4Bbeads混合在一起孵育一定時間，然后洗去未結合的蛋白，煮沸beads進行SDS-PAGE電泳。通過Western blot檢測結果，我們可以看到GST-a蛋白和b蛋白所對應的條帶，即表明了a蛋白和b蛋白因發生相互作用而被GST-a pull down(GST對照只顯示一個條帶)
pull down技術可用于驗證已知蛋白或胎的相互作用，也可以用來篩選與已知蛋白或肽互作的未知蛋白或肽。但是在一定程度上不能真實反應細胞內蛋白質之間的相互作用，因為在體外相互作用的蛋白質在正常生理條件下不一定會相互結合。
5.親和純化質譜（AP-MS）
AP-MS（Affinity Purification coupled MS）,即親和純化串聯質譜分析。
原理：基于特異性抗體或其他親和試劑與靶標蛋白的親和作用，通過免疫共沉淀（co-Immunoprecipitation）將靶標蛋白與靶標蛋白的相互作用蛋白從復雜的生物體系中純化出來，進而進行質譜檢測以鑒定靶標蛋白的相互作用蛋白。
經典的AP-MS實驗通常包含以下4個關鍵步驟：1）細胞或組織的裂解；2）蛋白溶液與偶聯抗體的親和微珠的孵育；3）非特異性結合和背景蛋白的清洗以及特異性互作蛋白的洗脫；4）互作蛋白的質譜檢測和分析。
6、雙分子熒光互補技術
雙分子熒光互補（Bimolecular fluorescence complementation, BiFC），該技術是利用熒光蛋白的特點來研究蛋白的相互作用。
熒光蛋白可從特定的位點被分開，產生兩個非熒光活性片段即N端片段（N-fragment）和C端片段（C-fragment）（VN及VC）。當兩片段分別被融合到相互作用的蛋白上時，會因蛋白的相互作用力而被拉近、發生互補從而重新構建成有活性的熒光蛋白并在激發光下產生熒光。因此利用熒光顯微鏡就可以直接通過觀察熒光有無來判斷蛋白是否發生相互作用。
這是在活細胞中觀察蛋白相互作用的很好的方法。
這個方法還是存在假陽性的，細胞里大量表達的分段的黃色熒光蛋白（YFP）可能會不受研究蛋白的結合與否而自己結合在一起，所以陰性對照的使用非常重要。
7.NanoBiT 蛋白互補技術
此方法與BIFC的最大區別在于，BIFC拆分的是YFP熒光蛋白，NanoBiT拆分的是螢火蟲熒光素酶 Luciferase。熒光素酶需要有底物的存在，發出的是自發熒光而非激發光 。這類技術的好處是可以在活細胞里進行觀測，可以進行實時監控，定量等實驗。
該方法利用分子生物學方法將NanoBit蛋白拆分成17.6kDa的LgBit和11個氨基酸的SmBit，分別作為蛋白表達載體上面的兩個標簽，當兩個蛋白可以發生互作時，LgBit和SmBit空間距離拉近，結構互補形成完整的NanoBit蛋白，在底物檢測下可以發出很強的luminescent 信號。
由于NanoBit蛋白分子量小，光信號強，表達效率高，非特異性自發光背景低，并且標簽蛋白結合是可逆的，所以這個方法較BIFC有很多優勢。
此實驗早期需要摸索LgBit和SmBit構建在不同的N端或C端的組合。
8.熒光共振能量轉移
熒光共振能量轉移（Fluorescent Resonance Energy Transfer, FRET)是一種通過熒光物質間發生非輻射能量轉移進行分析的光譜分析法。
當供體熒光分子的發射光譜與受體熒光分子的吸收光譜重疊，并且兩個分子的距離在10nm范圍以內時，就會發生一種非放射性的能量轉移，即FRET現象，使得供體的熒光強度比它單獨存在時要低的多（熒光猝滅），而受體發射的熒光卻大大增強（敏化熒光）。
青色熒光蛋白（cyan fluorescent protein, CFP）、黃色熒光蛋白（yellow fluorescent protein, YFP）為目前蛋白-蛋白相互作用研究中非常廣泛應用的FRET對。
這項技術不僅能驗證蛋白質的相互作用，還能夠表征這種相互作用距離的動態變化，比如蛋白質分子直接相對運動的方向速度等。
9、生物發光能量共振轉移(BRET)
用生物發光蛋白替代熒光供體，不依賴于激發光，檢測背景低。
在BRET技術中，蛋白A融合熒光素酶（通常是海腎熒光素酶），作為能量供體，蛋白B融合帶有熒光基團的標簽蛋白，作為能量受體，如果蛋白A、B存在相互作用時，加入熒光素酶底物后，熒光素酶發光可以激發臨近的蛋白B的熒光基團發光，通過檢測熒光和發光信號比值，來檢測蛋白相互作用。如果蛋白A和B無相互作用，熒光素酶發光的能量將無法傳遞到受體蛋白，從而受體蛋白不會被激發產生熒光信號。
這個方法與FRET相比，用生物發光蛋白替代熒光供體，不依賴于激發光，檢測背景低；不需要漂白，細胞損壞更少；同時也避免了自發熒光干擾；作為供體的NanoLuc螢光素酶蛋白分子量小，更適合融合蛋白表達構建，并且光信號強。
但是，它需要配對的底物，并且這個底物還不便宜，需要大量使用的話要考慮好經濟問題。
10.Duolink實驗
Duolink實驗基于鄰位連接技術(proximity ligation assay，PLA)，當一對PLA probes足夠接近時(小于40 nm)會產生PLA信號，由于PLA probes特異識別一抗， PLA信號的強弱直接反映了蛋白表達量水平或蛋白互作的強度。
利用熒光顯微鏡可以觀察到PLA信號及其位置，通過Duolink?ImageTool 可以進行精確的定量和表達差異等分析。Duolink實驗能同時實現對蛋白-蛋白互作、蛋白表達或蛋白翻譯后修飾進行定位、定量和檢測。
通過Duolink技術，可將蛋白信號放大1000倍，肉眼即可檢測蛋白及其互作，且整個實驗方案簡單直接。
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